Комарова А.В.¹, Крупенина Н.А.¹, Бибикова Т.Н.², Булычев А.А.¹

Anna V. Komarova, Natalia A. Krupenina, Tatyana N. Bibikova, Alexander A. Bulychev

1 - Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, Биологический факультет, кафедра биофизики
2 - Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, Биологический факультет, кафедра физиологии растений

УДК 58.04:[577.352.4:582.263.3]

В работе показано, что сигнал о местном засолении может передаваться  на расстояние до 30 мм по длине интернодальных клеток Chara corallina. Выдвинуто предположение, что наблюдаемый сдвиг потенциала на плазматической мембране в отдаленных участках клетки опосредован изменениями в динамике и топологии протекания локальных круговых внеклеточных электрических токов между неоднородными доменами плазмалеммы.

Ключевые слова: солевой стресс; передача сигнала; локальные круговые токи; Chara corallina.

Одной из фундаментальных проблем биологии растений является изучение восприятия и передачи информации о стрессовых факторах окружающей среды. Растения ведут прикрепленный образ жизни и, в отличие от животных, неизбежно подвергаются негативным воздействиям внешней среды. Большое влияние на жизнедеятельность может оказывать повышение концентрации солей у поверхности клеток. В подобных условиях важным элементом адаптации растений является способность воспринять локальные изменения окружающей среды и в короткие сроки передать эту информацию для формирования системной устойчивости, необходимой для выживания.

Объектом нашего исследования стала пресноводная харовая водоросль Chara corallina. Местом обитания харовых водорослей являются пресные известняковые озера северной умеренной зоны (Beilby and Casanova, 2013). Благодаря своим функциональным свойствам данный объект представляется удобным для изучения процессов самоорганизации, возбудимости, фотосинтетической активности, а также стрессоустойчивости и передачи сигнала о неблагоприятных воздействиях в клетке. Ранее установлены три фактора дистанционной регуляции, участвующие в функциональной координации клеточных доменов и передаче сигналов на дальние расстояния в клетках харовых водорослей. К этим факторам относятся: (1) непрерывное круговое движение цитоплазмы со скоростью до 100 мкм/с, (2) проведение по клетке потенциала действия и (3) протекание круговых электрических токов между функционально различными зонами клетки (Булычев и Комарова, 2014).

Диффузия обеспечивает быстрое взаимодействие реагентов на расстояниях до 10–50 мкм, но неэффективна для переноса веществ на дальние дистанции. Генерация потенциала действия является наиболее оперативным способом внутриклеточного сообщения за счет деполяризации плазматической мембраны всей клетки и обеспечивает практически мгновенное распространение сигнала на расстояния порядка нескольких сантиметров. Циркуляция токов в интернодальных клетках между участками, разнесенными на расстояния десятков миллиметров, также может быть средством передачи сигнала. Условие непрерывности тока означает, что локальные изменения в отдельных участках сети могут вызвать ответные изменения связанной с этим током активности на значительном удалении от места воздействия.

Генератором круговых токов в клетках харовых водорослей служит H⁺-ATРаза плазматических мембран, выводящая протоны из цитоплазмы в наружную среду (Beilby and Bisson, 2012). Вследствие этого pH у поверхности клетки (pH_o) в зонах с активной H⁺-ATPазой понижен примерно на 0,5–0,6 единиц по сравнению с pH 7,0–7,2 в объеме экспериментального раствора. Такие зоны снаружи клетки принято называть «кислыми». Круговые токи сходятся к узким зонам с высоким наружным pH (pH 9,5–10,0, «щелочные» зоны), где плотность входящего тока составляет ~50 мкА/см² (Lucas and Nuccitelli, 1980). Smith and Walker (1983, 1985) показали, что кабельные свойства клеток неоднородны на свету. При выключении света проводимость в кислых и щелочных зонах постепенно снижается и через несколько часов становится гомогенной по поверхности клетки. В щелочных зонах кабельная длина составляет 3-5 мм, тогда как в кислых — 10-15 мм (Smith and Walker, 1983). Было показано, что в условиях освещения проводимость кислых зон (~0,8-1,0 См/м²) значительно ниже, чем щелочных (~5-8 См/м²) (Smith and Walker, 1985; Bulychev and Krupenina, 2009). Кроме того, с использованием вибрирующего электрода установлено, что в щелочных зонах электрический ток направлен внутрь клетки, а в кислых зонах — из клетки (Lucas, 1982).

Перенос тока в объеме наружной среды обусловлен движением Na⁺, Cl^– и других ионов, концентрация которых в среде на несколько порядков выше, чем концентрация Н⁺. Циркуляция локальных электрических токов со стадиями активного выведения и пассивного поступления H⁺ в разных частях клетки позволяет поддерживать энергию электрохимического градиента протонов, создаваемого H⁺-ATPазой плазмалеммы, и использовать ее для накопления элементов минерального питания и выведения избытка Na⁺ из цитоплазмы. Данный механизм также лежит в основе обеспечения клетки проникающим субстратом фотосинтеза (СО₂) и регуляции pH цитоплазмы.

Многие авторы исследовали ответы на солевой стресс, вызванный повышенными концентрациями NaCl, используя в качестве модельной системы интернодальные клетки харовых водорослей (Nitellopsis obtusa и Chara corallina) (Hoffmann, Tufariello, Bisson, 1989; Katsuhara and Tazawa, 1986, 1988; Katsuhara et al., 1989; Tufariello, Hoffmann, Bisson, 1988; Whittington & Bisson, 1994; Whittington & Smith, 1992). Основной целью приведенных работ было изучение механизмов повреждающего действия высокого содержания NaCl в окружающем растворе на уровне одиночной клетки. Установлено, что клетки Nitellopsis obtusa, выращенные в обычных условиях, погибают в течение часа после добавления 100 мМ NaCl (Katsuhara & Tazawa, 1986). Присутствие во внешнем растворе ионов Са²⁺ увеличивает выживаемость клеток (Okazaki et al., 1996). Однако данные о передаче сигнала о локальном засолении на уровне одиночной клетки Chara отсутствуют. В связи с этим, основной целью данной работы явилось установить способы передачи сигнала по длине клетки о локальном повышении концентрации солей у поверхности харовых водорослей.

В данной работе показана возможность передачи электрического сигнала, вызванного локальным добавлением солей, на расстояние до 30 мм по длине клетки Chara corallina. Выдвинуто предположение, что в основе механизма передачи информации о локальном засолении лежат изменения в динамике и топологии протекания локальных электрических токов между различными участками клетки.

Материалы и методы

Водоросли Chara corallina выращивали в стеклянных аквариумах при естественном дневном освещении и комнатной температуре. Клетки междоузлий длиной 6–10 см и диаметром 0,9–1 мм отрезали от основной оси таллома водоросли и помещали в искусственную прудовую воду (ИПВ), содержащую 0,1 мМ KCl, 1,0 мM NaCl и 0,1 мM CaCl₂. Для доведения pH среды до нейтральных значений использовали раствор NaHCO₃. Перед измерением проводили адаптацию вновь срезанных клеток. Для этого выдерживали их в покое в ИПВ не менее суток. Перед каждым измерением с помощью pH-индикаторного красителя фенолового красного проводили отбор клеток, образующих на свету щелочные и кислые зоны.

Для измерений использовали двухсекционную камеру из органического стекла с разделяющей перегородкой и прорезью, которая фиксировала положение клетки в камере. Объем малого отсека составлял 2,5 мл; объем большого отсека 40 мл. Отсеки были разделены перемычкой толщиной 8 мм. Перед тем как укрепить одиночную интернодальную клетку Chara, осушали соединяющую отсеки перемычку и клетку для устранения прямого водного контакта между растворами в отсеках. Длина сегмента клетки, выступающего в малый отсек составляла 2–5 мм. После помещения подсушенной клетки в камеру оба отсека заполняли искусственной прудовой водой. Таким образом, круговые электрические токи между основным и изолированным участками клетки, разделенными перемычкой, могли замыкаться по апопласту. В контрольных опытах для устранения локальных токов отсеки камеры электрически изолировали, заполняя вазелином прорезь в перегородке. Камеру размещали на столике инвертированного флуоресцентного микроскопа Axiovert 25-CFL (Carl Zeiss, Германия). Источником освещения служила галогенная лампа накаливания, смонтированная в верхнем осветителе микроскопа. Свет попадал на объект, проходя через синий светофильтр СЗС-22. Максимальная плотность потока квантов составляла 100 мкмоль/(м ² с).

Для изучения электрической сигнализации, вызванной внесением солей в малый отсек, регистрировали разность электрических потенциалов (РЭП) между металлическим (сурьмяным) микроэлектродом, подведенным к поверхности клетки в основном отсеке, и хлорсеребряным электродом сравнения, погруженным в раствор в большом основном отсеке. Микроэлектроды изготавливали из стеклянных капилляров (пирекс) с расплавом сурьмы (диаметр рабочей торцевой части около 20 мкм). Подведение микроэлектрода к поверхности клетки осуществляли с помощью микроманипулятора из комплекта КМ-2. Разность электрических потенциалов (РЭП) между микроэлектродом и хлорсеребряным электродом сравнения измеряли электрометрическим усилителем VAJ-51 (Германия) с входным сопротивлением 10¹⁵ Ом. С помощью АЦ/ЦА преобразователя PCI-6024E (National Instruments, США) оцифровывали сигнал с выхода усилителя и затем регистрировали с помощью программы WinWCP (Strathclyde Electrophysiology Software). Использование внеклеточных микроэлектродов позволяет исключить повреждающее воздействие, связанное с введением внутриклеточных микроэлектродов.

В серии контрольных опытов проводили измерения мембранного потенциала с помощью внутриклеточных микроэлектродов. В этих опытах использовали стеклянные микропипетки, изготовленные в устройстве вертикального вытягивания микроэлектродов МЭ-4 из стеклянных капилляров диаметром 1,1 мм (стекло Пирекс) и заполненные 1 М раствором KCl. Диаметр кончика изготовленного микроэлектрода составлял 1-3 мм. Разность потенциалов между внутриклеточным микроэлектродом и наружным электродом (мембранный потенциал) измеряли электрометрическим усилителем VAJ-51 (Германия). Микроэлектроды вводили в цитоплазму клетки. Критерием попадания в цитоплазму служило отсутствие генерации потенциала действия и временной остановки цитоплазмы, наблюдаемых обычно при прокалывании тонопласта.

Для изучения передачи электрического сигнала при солевом стрессе производили замену искусственной прудовой воды в малом отсеке на растворы с повышенным содержанием солей (NaCl, KCl, бензосульфонат калия) или 100 мМ сорбит. Все растворы были приготовлены на основе искусственной прудовой воды с рН 7. Эксперименты проводили не менее чем в трехкратном воспроизведении на разных клетках. Экспериментальные кривые с доверительными интервалами отражают усредненные значения и стандартные ошибки измерения.

Результаты

Сдвиг потенциала плазматической мембраны в ответ на локальное засоление

На рис. 1 представлены характерные изменения разности электрических потенциалов (РЭП) между измерительным электродом, расположенным у поверхности клетки в основном отсеке камеры, и наружным электродом сравнения в ответ на локальное засоление при добавлении 50 мМ NaCl в малый отсек (черная кривая), а также при замене ИПВ в малом отсеке на раствор с 100 мМ сорбитом (серая кривая). Видно, что замена ИПВ на раствор NaCl сопровождалась быстрым возрастанием РЭП с амплитудой до 40-50 мВ. После достижения пикового значения наблюдали более медленный возврат РЭП к исходному уровню. В то же время, замена раствора в малом отсеке на ИПВ с 100 мМ сорбитом не приводила к ответным изменениям РЭП. Это свидетельствует о том, что наблюдаемые изменения РЭП при действии соли не вызваны нарушением осмолярности раствора в малом отсеке и сопутствующими осмотическими потоками воды.

Рис. 1. Изменение разности электрических потенциалов (РЭП) на расстоянии 15 мм от места локального засоления при действии 50 мМ NaCl (черная кривая) и 100 мМ сорбита (серая кривая). Момент смены растворов указан стрелкой.

Fig. 1. Changes in electrical potential difference (EPD) at a distance of 15 mm from the area of local salt application: 50 mM NaCl (black line) and 100 mM sorbitol (gray line). Upward arrow shows the moment of solution change.

В серии опытов измерения проводили при внутриклеточном введении измерительного микроэлектрода для непосредственной регистрации мембранного потенциала (рис. 2). В начальный момент времени осуществляли измерения в растворе, где РЭП равна 0. После чего вводили микроэлектрод в клетку (данный момент указан стрелкой, направленной вниз). После введения измерительного электрода в клетку потенциал сдвигается в сторону характерных значений потенциала покоя для харовых клеток (~ – 140 мВ). Стабильный уровень мембранного потенциала после введения микроэлектрода до момента добавления соли свидетельствует об отсутствии генерации потенциала действия в ответ на введение стеклянной микропипетки  в цитоплазму. При замене ИПВ в малом отсеке на раствор с 50 мМ NaCl наблюдается деполяризация клетки с амплитудой 40-50 мВ, что хорошо согласуется с данными, полученными при измерении с помощью внеклеточного отведения.

В качестве контрольных опытов были проведены измерения мембранного потенциала при электрической изоляции двух отсеков с помощью вазелина при локальном воздействии 50 мМ NaCl (вставка на рис. 2). После введения измерительного капиллярного микроэлектрода в клетку и при последующем локальном воздействии 20 мМ NaCl (момент добавления указан стрелкой, направленной вверх) сдвиг РЭП не наблюдается. Полученные данные указывают на необходимость протекания локальных электрических токов для распространения сигнала о локальном засолении по длине клетки.

Рис. 2. Деполяризация мембранного потенциала на расстоянии 15 мм от области местного воздействия 50 мМ NaCl. На вставке показано отсутствие изменений РЭП на расстоянии 15 мм от места локального засоления при действии 50 мМ NaCl в случае электрической изоляции основного и малого отсеков измерительной камеры для предотвращения круговых токов. Стрелкой, направленной вниз, указан момент введения микроэлектрода в клетку. Момент смены растворов указан стрелкой, направленной вверх.

Fig.2. Membrane potential depolarization at a distance of 15 mm from the area of local application of 50 мМ NaCl. The inset shows the lack of changes in membrane potential under local salt stress in the case of electrical insulation between bath compartments for elimination of circulating currents. Downward arrow marks the moment of microelectrode insertion into the cell. Upward arrow shows the moment of solution change.

Таким образом, локальное увеличение концентрации ионов Na⁺ и Cl^- на участке клетки размером 2-3 мм вызывает деполяризацию плазматической мембраны на расстоянии от места воздействия солей более 10 мм. Для прохождения интермедиата вдоль участка клетки длиной 10 мм при самой высокой скорости движения цитоплазмы (~100 мкм/с) потребовалось бы около 100 с. Время развития ответной реакции на засоление исчисляется секундами. За столь короткие времена передача сигнала за счет переноса сигнальной молекулы с движущейся цитоплазмой или посредством диффузии представляется невозможной.

Внесение в малый отсек раствора NaCl, как правило, не вызывало генерации потенциала действия (ПД). Возникновение ПД, сопровождаемое остановкой движения цитоплазмы, отчетливо выявляется методом внеклеточной регистрации РЭП. Возбуждение клетки также не является механизмом передачи информации о локальном засолении, несмотря на то, что в отдельных случаях на фоне развития сдвига мембранного потенциала наблюдалась генерация одиночных потенциалов действия (результаты не представлены).

Также были получены ответные реакции на локальное увеличение концентрации KCl на разных расстояниях от места воздействия соли. На рис. 3 представлена диаграмма, отображающая максимальный сдвиг мембранного потенциала в ответ на локальное удаленное воздействие 50 мМ KCl, 50 мМ NaCl и 100 мМ сорбита. Видно, что сорбит не вызывает сдвиг мембранного потенциала; а внесение NaCl вызывало более сильное возрастание РЭП , чем действие КCl. Различие в амплитудах изменения РЭП, вызванные добавкой ионов Na⁺ и К⁺, могут указывать на специфический эффект Na⁺, повышенные концентрации которого в цитоплазме являются токсическими.

Рис. 3. Амплитуда сдвига РЭП на расстоянии 15 мм от места локального засоления при действии 50 мМ KCl, 50 мМ NaCl и 100 мМ сорбита. Доверительные интервалы отражают стандартные ошибки.

Fig. 3. Amplitude of changes in electrical potential difference (EPD) at a distance of 15 mm from salt application area under 50 мМ KCl, 50 мМ NaCl и 100 мМ sorbitol treatment. Error bars designate standard errors of the means.

На рис. 4 представлены данные об изменении РЭП на расстоянии 15 мм от места локального воздействия солей с различным типом анионов: проникающим – 20 мМ KCl и непроникающим – 20 мМ бензосульфоната калия. Видно, что при воздействии ионов калия в сочетании с непроникающим и проникающим анионами изменения РЭП заметно отличаются (рис. 1 и 4). Эти данные могут свидетельствовать о необходимости проникновения катиона совместно с анионом внутрь клетки для развития сигнального ответа на локальное засоление. По всей вероятности, ионы Cl^– облегчают проникновение катионов внутрь клетки, что приводит к более сильной деполяризации ПМ. Полученные данные могут говорить в пользу необходимости проникновения солей внутрь клетки для развития ответа на засоление, а не рецепторного узнавания катионов на поверхности.

Рис. 4. Изменение разности электрических потенциалов на расстоянии ~ 15 мм от места локального засоления при действии 20 мМ KCl (черная кривая) или 20 мМ бензосульфоната калия (серая кривая). Момент смены растворов указан стрелкой, направленной вверх. Приведены данные со стандартной ошибкой для n = 4.

Fig. 4. Changes in electrical potential difference (EPD) at a distance of 15 mm from local area of salt application: 20 mM KCl (black line) and 20 mM potassium benzenesulfonate (gray line). Upward arrow shows the moment of solution change. Data are mean values and standard errors (n = 4).

Была исследована зависимость развития сигнала о засолении от концентрации воздействующей соли. С увеличением концентрации NaCl от 5 мМ до 50 мМ наблюдается пятикратное увеличение амплитуды сдвига РЭП (рис. 5). По всей вероятности, чем больше концентрация соли, тем больше ионов проникают и накапливаются внутри клетки, вызывая более сильную местную деполяризацию мембраны. Сигнал о локальном засолении с большей амплитудой передается по длине клетки.

Рис. 5. Зависимость изменений разности электрических потенциалов (РЭП) от концентрации соли (NaCl), добавляемой в малый отсек двухсекционной камеры на расстоянии 15 мм от места расположения измерительного микроэлектрода в основном отсеке. Представлены экспериментальные данные и аппроксимирующая кривая.

Fig. 5. Changes in electrical potential difference (EPD) as a function of NaCl concentration added to the small pool of two-section experimental chamber at a distance of 15 mm from the position of the measuring microelectrode in the main pool. The plot comprises experimental data and the approximation curve.

Идентификация механизмов, лежащих в основе передачи сигнала о локальном засолении

Для выяснения возможных механизмов передачи сигнала о локальном засолении были проведены опыты с добавлением различных веществ в раствор, омывающий клетку в большом отсеке.

Присутствие буферных систем (10 мМ Hepes и 10 мМ Tris) в основном отсеке камеры не препятствовало проявлению ответных изменений РЭП на внесение солей в малый отсек измерительной камеры (рис. 6а, показано только для 10 мМ Tris). Эти данные свидетельствуют о том, что изменения рН в растворе не являются основой сигнала о местном засолении. Более вероятно, что в передаче информации об изменениях ионного состава раствора, омывающего клетку, существенную роль играет локальная деполяризация мембраны с последующими изменениями в протекании локальных электрических токов между отдельными частями клетки.

Известно, что в передаче сигнала о локальном световом воздействии может принимать участие перекись водорода (Eremin et al., 2013). На рис. 6б представлен график изменений мембранного потенциала в ответ на добавление во внешний раствор 1 мМ аскорбата. Сохранение реакции на засоление в присутствии сильного восстановителя подтверждает, что активные формы кислорода также не вносят вклад в развитие дистанционной реакции на повышенное содержание солей.

Рис. 6. Изменение электродного потенциала на расстоянии ~ 15 мм от места локального засоления при действии 50 мМ NaCl в присутствии в большом отсеке буфера 10 мМ Tris (а) или 1 мМ аскорбата (б). Момент смены растворов указан стрелкой.

Fig. 6. Changes in electrical potential difference (EPD) at a distance of 15 mm from the salt (50 mM NaCl) application area in the presence of (а) 10 мМ Tris and (b) 1 мМ ascorbate. Upward arrow shows the moment of solution change.

Распространение сигнала о локальном засолении по длине клетки

Для изучения распространения сигнала о локальном засолении была исследована зависимость амплитуды сдвига РЭП в ответ на добавку 50 мМ NaCl от расстояния между участком, подвергшимся воздействию повышенных концентраций солей,  и местом измерения сдвига электродного потенциала (рис. 7). Проведенный анализ показал, что сигнал может передаваться на расстояния порядка 30 мм. Smith and Walker показали, что в щелочных зонах кабельная длина составляет 3-5 мм, тогда как в кислых — 10-15 мм (Smith and Walker, 1983). В наших опытах расстояние, в пределах которого происходила передача сигнала о локальном засолении, совпадало с литературными данными о значениях кабельной длины по порядку величины, но превышало их по абсолютным значениям. Известно, что в ответ на пропускание электрического тока через клетки Chara может наблюдаться исчезновение некоторых щелочных зон без влияния на амплитуду оставшихся (Bulychev et al., 2003). Это может свидетельствовать в пользу увеличения протяженности кислых зон в ответ на локальное добавление повышенных концентраций солей и соответственно увеличение протяженности участков протекания локальных токов и расстояния, на которое может быть передан сигнал.

Рис. 7. Зависимость амплитуды изменений РЭП от расстояния между местом добавления 50 мМ NaCl (малый отсек камеры) и местом расположения измерительного микроэлектрода в большом отсеке камеры. Приведены экспериментальные данные со стандартной ошибкой для n = 3-4 и аппроксимирующая прямая линия.

Fig. 7. Changes in electrical potential difference (EPD) as a function of distance between the small pool where 50 mM NaCl was applied and the position of measuring microelectrode in the large pool of experimental chamber. Data presented as mean values and standard errors (n = 3-4) are approximated with a straight line.

Обсуждение

Метод внеклеточного отведения демонстрирует широкие возможности детектирования на качественном уровне изменений мембранного потенциала на плазмалемме на различном расстоянии от места локального засоления при воздействии солей, а также выявления концентрационной зависимости воздействия.

В ходе работы было установлено, что на уровне одиночной интернодальной клетки Chara corallina возможна передача сигнала о локальном засолении на расстояние около 30 мм. Известно, что воздействие высоких концентраций NaCl вызывает увеличение входа ионов Na⁺ через плазматическую мембрану и длительную деполяризацию ПМ, которая может сопровождаться потенциалами действия (Okazaki et al., 1996). В данной работе показано, что сдвиг мембранного потенциала наблюдается и на значительном расстоянии от места локального воздействия раствора соли. Мы предполагаем, что в основе сигнальной активности в клетках харовых водорослей в ответ на локальное воздействие повышенных концентраций солей лежат изменения в динамике и топологии протекания локальных электрических токов между различными участками клетки, на что прямо указывает отсутствие реакции при электрической изоляции различных участков клетки (рис. 6). Круговые токи, чувствительные к действию солей, передают сигнал на сравнительно небольшие расстояния, определяемые кабельными свойствами клетки (кабельная длина 10–15 мм в области наружных кислых зон) (Smith and Walker, 1983). Нарушения круговых электрических токов могут оказывать дистанционное действие на активность H⁺-насоса плазмалеммы. Подобно тому, как локальное повышение H⁺(ОН^–)-проводимости плазмалеммы в освещаемой клетке стимулирует работу H⁺-насоса, локальные изменения проводимости мембраны при других воздействиях могут также модулировать работу H⁺-насоса. Нарушения на любом участке в системе круговых токов должны сказываться на функционировании источника тока.

Круговые электрические токи встречаются не только у харовых водорослей, но и в корнях растений, прорастающих пыльцевых трубках, гифах грибов. Несмотря на имеющиеся многочисленные работы по изучению стрессового воздействия повышенных концентраций солей, ранее не было показано, что локальные электрические токи могут выполнять сигнальную роль при солевом стрессе. Полученные данные позволяют лучше понять возможные механизмы передачи сигнала о воздействиях негативных факторов на уровне одиночной клетки.

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (проекты № 13-04-02021 и 13-04-00158-а).

Список литературы

1. Булычев А.А., Комарова А.В. Дистанционная передача сигналов и регуляция фотосинтеза в клетках Characeae // Биохимия. 2014. Т. 79, № 3. С. 353 – 363. 

2. Beilby M.J., Bisson M.A. pH banding in charophyte algae in Plant Electrophysiology: Methods and Cell Electrophysiology. — Springer, Berlin, 2012. — P. 247–271. 

3. Beilby M.J., Blatt M.R. Simultaneous measurements of cytoplasmic K⁺ concentration and the plasma membrane electrical parameters in single membrane samples of Chara corallina // Plant Physiol. 1986. Vol. 82. P. 417-422. 

4. Beilby M.J., Casanova M.T. The Physiology of Characean Cells. — Springer, Berlin, 2013. — P. 28. 

5. Bulychev А.А., Zykov S.V., Rubin A.B., Müller S.C. Transitions from alkaline spots to regular bands during pH pattern formation at the plasmalemma of Chara cells // Eur. Biophys. J. 2003. Vol. 32. P. 144–153. http://link.springer.com/article/10.1007/s00249-003-0280-4

6. Bulychev A.A., Krupenina N.A. Transient removal of alkaline zones after excitation of Chara cells is associated with inactivation of high conductance in the plasmalemma // Plant Signal. Behav. 2009. Vol. 4, № 8. P. 727-734. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2801383/

7. Eremin A., Bulychev A.A., Hauser M. J. B. Cyclosis-mediated transfer of H₂O₂ elicited by localized illumination of Chara cells and its relevance to the formation of pH bands // Protoplasma. 2013. Vol. 250, № 6. P. 1339-1349. 

8. Hoffman R., Tufariello J., Bisson M.A. Effect of divalent cations on Na⁺ permeability of Chara corallina and fresh water grown Chara buckellii // J. Exp. Bot. 1989. Vol. 40. P. 875-881. 

9. Katsuhara M., Kuchitsu K., Takeshige K., Tazawa M. Salt stress-induced cytoplasmic acidification and vacuolar alkalinization in Nitellopsis obtusa cells. In vivo ³¹P-nuclear magnetic resonance study // Plant Physiol. 1989. Vol. 90. P. 1102-1107.  

10. Katsuhara M., Tazawa M. Changes in sodium and potassium in Nitellopsis cells treated with transient salt stress // Plant, Cell Environ. 1988. Vol. 11. P. 71-74. 

11. Katsuhara M., Tazawa M. Salt tolerance in Nitellopsis obtusa // Protoplasma. 1986. Vol. 135. P. 155-161. 

12. Lucas W.J. Mechanism of acquisition of exogenous bicarbonate by internodal cells of Chara corallina // Planta. 1982. Vol. 156. P. 181-192. 

13. Lucas W.J., Nucitelli R. HCO₃ˉ and OHˉ transport across the plasmalemma of Chara: spatial resolution obtained using extracellular vibrating probe // Planta. 1980. Vol. 150. P. 120-131.  

14. Okazaki Y., M. Kikuyama M., Hiramoto Y., Iwasaki N. Short-term regulation of cytosolic Ca²⁺, cytosolic pH and vacuolar pH under NaCl stress in the charophyte alga Nitellopsis obtusa // Plant, Cell Environ. 1996. Vol. 19. P. 569-576. 

15. Smith J.R., Walker N.A. Membrane conductance of Chara measured in the acid and basic zones // J. Membr. Biol. 1983. Vol. 73. P. 193-202. 

16. Smith J.R., Walker N.A. Effects of pH and light on the membrane conductance measured in the acid and basic zones of Chara // J. Membr. Biol. 1985. Vol. 83. P. 193-205.  

17. Tazawa M., Kishimoto U., Kikuyama M. Potassium, sodium and chloride in the protoplasm of Characeae // Plant Cell Physiol. 1974. Vol. 15. P. 103–110. 

18. Tufariello J.A.M., Hoffmann R., Bisson M.A. The effect of divalent cations on Na⁺ tolerance in charophytes. II: Chara corallina // Plant, Cell Environ. 1988. Vol. 11. P. 473-476. 

19. Whittington J., Bisson M.A. Na⁺ fluxes in Chara under salt stress // J. Exp. Bot. 1994. Vol. 45. P. 657-665. 

20. Whittington J., Smith E.A. Calcium-salinity interactions after ion transport in Chara corallina // Plant, Cell Environ. 1992. Vol. 15. P. 727-733.

опубликовано - ноябрь 2014 г.

Participation of circulating electric currents in cell signaling in response to local salt stress in Chara corallina

Anna V. Komarova, Natalia A. Krupenina, Tatyana N. Bibikova, Alexander A. Bulychev

This study shows that local application of a salt solution to Chara corallina internode is followed by a rapid transmission of electric signal for a distance of 30 mm along the internodal cell. It was suggested to arise from changes in dynamics and topology of circulating electrical currents.

Keywords: Salt stress; signal transmission; local electrical currents; Chara coralline.

Об авторах

Комарова Анна Владимировна - Komarova Anna V.

аспирант
ФГБОУ ВПО «Московский государственный университет им.М.В.Ломоносова», Москва, Россия (Lomonosov Moscow State University, Moscow, Russia), Биологический факультет, кафедра биофизики

ava1945@mail.ru

Крупенина Наталья Анатольевна - Krupenina Natalia A.

кандидат биологических наук
научный сотрудник ФГБОУ ВПО «Московский государственный университет им.М.В.Ломоносова», Москва, Россия (Lomonosov Moscow State University, Moscow, Russia), Биологический факультет, кафедра биофизики

kamzolkina-n@yandex.ru

Бибикова Татьяна Николаевна - Bibikova Tatyana N.

кандидат биологических наук
старший научный сотрудник ФГБОУ ВПО «Московский государственный университет им.М.В.Ломоносова», Москва, Россия (Lomonosov Moscow State University, Moscow, Russia), Биологический факультет, кафедра физиологии растений

tbibik@yahoo.com

Булычев Александр Александрович - Bulychev Alexander A.

доктор биологических наук
профессор ФГБОУ ВПО «Московский государственный университет им.М.В.Ломоносова», Москва, Россия (Lomonosov Moscow State University, Moscow, Russia), Биологический факультет, кафедра биофизики

bulychev@biophys.msu.ru

Корреспондентский адрес: Россия, 119991, Москва, Ленинские горы, Московский Государственный Университет им.М.В.Ломоносова, д. 1, стр. 12, Биологический ф-т, каф. биофизики; тел.: (495) 939-11-15.

ССЫЛКА НА СТАТЬЮ:  

Комарова А.В., Крупенина Н.А., Бибикова Т.Н., Булычев А.А. Участие круговых электрических токов в передаче сигнала о местном засолении в интернодальной клетке Chara corallina // Вопросы современной альгологии. 2014. № 1 (5). URL: http://algology.ru/486

При перепечатке ссылка на сайт обязательна

К разделу СТАТЬИ

На ГЛАВНУЮ

Карта сайта

КОНТАКТЫ

Email: info@algology.ru

Изготовление интернет сайта
5Dmedia

ЛИЦЕНЗИЯ

Эл N ФС 77-22222 от 01 ноября 2005г.

ISSN 2311-0147